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Cours de Génétique

 

cours rédigé par M. Silar

 

Chapitre1: rappels

Chapitre2 : un peu d'histoire

Chapitre3 : la variation

Chapitre4 : quelques notions de Génomique

Chapitre5 : la mutagenèse

Chapitre6 : la complémentation

Chapitre7 : la recombinaison et l'établissement de cartes génétiques

Annexes : la ségrégation des gènes au cours des générations dans les différents organismes

Cours rédigé par Mme Gonzy

Chapitre 8 :les mécanismes de recombinaison

 

Chapitre9 : la réparation des dommages à l'ADN

 

Chapitre10 : les éléments mobiles

 

Chapitre 11: la réalisation du phénotype

 

Chapitre 12 : Les interactions géniques

 

 

REPARATION DES DOMMAGES A L’ADN

INTRODUCTION


Le génome remplit 2 fonctions majeures :

  • Stockage et reproduction de l’information
  • Expression régulée de l’information.

L’ARN, par ses propriétés catalytiques est approprié pour le transfert de l’information mais il est instable. Le stockage est assuré par la double chaîne d’ADN.
Cependant même l’ADN est l’objet de constantes modifications chimiques et de cassures. L’effet d’une lésion est immédiate sur la transcription et la réplication : blocage le plus souvent ou sinon erreur car la fourche de réplication passe en incorporant n’importe quelle base à la place de la lésion. La présence d’une lésion peut donc entraîner l’apparition d’une mutation ou d’aberrations chromosomiques et conduire à la mort cellulaire ou à la tumorisation. L’accumulation de lésions est un des processus du vieillissement. La réparation des lésions est donc essentielle pour la pérennité de l’information. Une machinerie enzymatique complexe a été mise en place au cours de l’évolution pour remplir cette fonction. On distingue plusieurs mécanismes de réparation :

  • Réparation par simple réversion de la lésion ;
  • Si la lésion n’affecte qu’un brin : réparation par excision de la lésion et remplacement en utilisant l’autre brin comme matrice. C’est le moyen de réparation le plus important.
  • Si la lésion affecte les 2 brins (par exemple cassure) : recherche d’une matrice contenant une séquence homologue (chromosome homologue ou chromatide sœur ou mérodiploïde pour les procaryotes). De cette manière une lésion double brin est transformée en deux lésions simple brin qui peuvent être facilement réparées.


La conséquence de ce processus c’est qu’il s’accompagne de recombinaison et fréquemment de crossing-over. On peut même penser que le crossing-over est en fait une des conséquences de ce genre de réparation. La conséquence du CO sera d'augmenter la diversité et aussi de produire de “ bonnes ” copies des gènes rassemblées sur le même chromosome. Ces bonnes copies apportent ensuite un avantage sélectif à l’organisme qui les porte.


Différences entre procaryotes et eucaryotes

Chez les eucaryotes multicellulaires l'immense majorité des cellules sont pleinement différenciées. Seule une faible partie de l’information est activée à un moment donné dans une cellule différenciée. De plus du fait de l'ADN répétitif et des introns, les séquences codantes ne représentent que 1 à 30% du génome suivant les espèces, enfin l’ADN est relativement protégé des agressions par les histones et le repliement de la chromatine. Il s’ensuit qu’une cassure dans l’ADN d’une cellule peut être réparée simplement par ligation sans effet notable. Si cela provoque une mutation létale la cellule meurt mais cela ne se verra pas au niveau de l’organisme.

Cependant une mutation peut induire des effets secondaires délétères comme la transformation de la cellule en cellule cancéreuse.


Au contraire une cellule procaryote ou eucaryote unicellulaire est un organisme indépendant qui doit assurer toutes les fonctions et en particulier propager son ADN de manière fidèle et sure. Une très grande partie de l’information est utilisée par la cellule au cours d’un cycle (chez E. coli on compte 3000 gènes environ, pas d’intron, 95% de séquence codante). Chez les procaryotes l’ADN est quasi nu. Il en découle que chez les procaryotes et eucaryotes inférieurs, la réparation de l'ADN est cruciale sinon la cellule peut mourir ou propager de l'ADN altéré ce qui met en danger l’espèce.

Le système de réparation par réversion et par réparation de lésion simple brin est très efficace chez les pro comme chez les eucaryotes. Le problème est plus difficile à résoudre pour les cassures ou lésions double-brin. Chez les eucaryotes l’endommagement de l’ADN s’accompagne d’une inhibition de la réplication, au travers des points de contrôle du cycle cellulaire, pour donner le temps aux enzymes de réparer les lésions simple brin, ce qui diminue le risque de générer des lésions double brin par réplication d’un brin endommagé. Le système de réparation des cassures et lésions double brin est surtout actif et continuellement induit chez les cellules précurseurs de gamètes et les cellules du système immunitaire. Les autres, c’est-à-dire les cellules différenciées, pouvent se contenter d’une réparation minimum et sommaire par raboutage et ligation voire même d’une tolérance à la lésion.
Au contraire chez les procaryotes une telle inhibition de la réplication n’existe pas : la réparation des lésions est donc un réel problème nécessitant l’induction continue des enzymes de la réparation par recombinaison. Les cellules procaryotes qui se divisent très rapidement choisissent de continuer la réplication de l’ADN mais induisent une réponse globale dite “ système SOS ” pour réparer ou outrepasser la lésion. Plus de 20 gènes ont une régulation coordonnée dans ce système en présence de lésions de l’ADN, sous la dépendance de lexA/recA

.

LES DOMMAGES A L’ADN


Altération spontanées

  • Misappariements au cours de la réplication
  • Tautomérisation des bases : amino/imino et aldo/ceto
  • Désamination des bases : cytosine en uracile, adénine en hypoxanthine, guanine en xanthine et 5Me-cytosine en thymine ;
  • Perte de bases par dépurination et dépyrimidination : a lieu surtout à pH acide. Par ex chez l’Humain on considère qu’il y a 10 000 événements de ce genre par cellule et par génération (taille du génome humain 3,3.109bp) ;
  • Oxidation par des radicaux libres : les radicaux hydroxyl OH° et peroxyde H2O2 sont libérés normalement au cours du métabolisme et attaquent les bases de l’ADN. Ceci est un important facteur d’altération de l’ADN avec l’âge, par accumulation de bases non réparées. Il existe un mécanisme de protection par les super oxyde dismutases et la catalase. On a montré que la surexpression de la super oxyde dismutase et de la catalase chez la drosophile provoquait un allongement de la durée de vie.


Dommages environnementaux

  1. Radiations ionisantes
  • Rayons X ou gamma provoquent des altérations des bases et des riboses qui conduisent à des cassures de brin.
  • UV, aux longueurs d’onde proches du max d’absorption de l’ADN (260-280nm), provoque la formation de dimère de cyclobutane-pyrimidine (effet germicide). Ceci provoque une torsion anormale de l’ADN et empêche l’appariement correct au moment de la réplication, qui s’arrête ou est considérablement freinée. Ces dimères sont extrêmement stables. En pratique cependant, le rayonnement solaire d’UV à ces longueurs d’onde est presque totalement absorbé par la couche d’ozone (quand elle existe...).

Image3

2- agents chimiques (voir cours sur les mutagènes)

  • agents alkylants directs ou après métabolisation par le cytP450 comme l’acétyl amino fluorène, le benzopyrène ou l’aflatoxine B1.
  • Pontages entre brins par la mitomycine, le cis-platine ou le psoralène.
  • Agents intercalants comme la proflavine, qui cause des décalages du cadre de lecture.

Systèmes permettant de détecter des mutations et de tester des mutagènes potentiels.

  • Test d’Ames : test de réversion d’une mutation his- chez Salmonella
  • Test lacI non sens



Les réponses cellulaires aux altérations de l’ADN affectant un seul brin .

Une fois qu’une altération est produite dans l’ADN par un quelconque mécanisme la cellule dispose de plusieurs mécanismes enzymatiques pour réparer .
D’abord, il existe une tolérance à l’altération qui fait que l’erreur peut subsister dans l’ADN, et qu’elle est simplement dépassée à la réplication suivante : il y a formation d’un trou qui peut être comblé et réparé par la suite sur la nouvelle chaîne. Ceci introduit des erreurs qui sont perpétuées. On peut penser que chez les bactéries par exemple l’échange de matériel génétique entre les cellules permet justement de pallier à ce problème en récupérant des “ bonnes ” copies d’ADN.
Les mécanismes qui permettent de réparer sont résumés ci-dessous :

Type de réponse

Mécanismes

Réversion de l’altération

Photoréactivation enzymatique
Réparation des O6-alkyl-guanine et O4 alkyl thymine
Ligation des coupures de simple brin

Excision de l’altération et remplacement

Excision de base
Excision de nucléotide
Réparation d’un misappariemment

Tolérance à l’altération

Dépassement de l’altération par formation d'une brèche et recombinaison, au moment de la réplication

Gènes de E. coli impliqués dans les mécanismes de réparation

Plus de vingt gènes ont été identifiés chez E. coli dont les produits interviennent dans divers processus de réparation.

Gène

Fonction de la protéine

Mécanisme

ada

ADN méthyl transférase

Réponse adaptative aux agents alkylants

 

tagI

3MA ADN glycosylase I

Excision de base (3 méthyl adénine)

alkA

3MA ADN glycosylase II

(3 méthyl adénine)

ung

Uracile ADN glycosylase

(uracile)

fpy

FaPy ADN glycosylase

(formamidopyrimidine)

mutY

Adénine ADN glycosylase

(misappariemments G-A)

nth

Endonuclease III (AP endonucléase)

Réparation après excision de base

xthA

Exonucléase III (AP endonucléase)

"

nfo

Exonucléase IV (AP endonucléase)

"

recJ

Exonucléase

"

 

uvrA

Reconnaissance d’une lésion

Réparation par excision de nucléotide

uvrB

Reconnaissance d’une lésion, endonucléase

"

uvrC

Endonucléase

"

uvrD

ADN hélicase II

"

 

mfd

Facteur de couplage transcription/réparation

Réparation au cours de la transcription

 

dam

ADN méthylase

Réparation des misappariements

mutH

endonucléase

"

mutL

endonucléase

"

mutS

fixation sur le misappariemment

"

 

polA

ADN polymerase I

Tous types de réparation

polB

ADN polymerase II

"

polC

ADN polymerase III

"

lig

ligase

"

 

recA

Recombinase

Système SOS. Régulation de la réparation après excision de nucléotide

lexA

Represseur des gènes de recombinaison

"

EXCISION DE NUCLEOTIDES


C’est un des processus les plus importants de réparation, on le retrouve aussi bien chez les procaryotes que les eucaryotes. Ce système enzymatique complexe, d'abord mis en évidence chez E. coli, sert entre autres à exciser des nucléotides après formation de dimère de pyrimidine par irradiation aux UV. Cette forme de réparation se distingue de la photoréactivation car elle ne nécessite pas de lumière pour avoir lieu. Le système a été bien étudié chez coli mais il est présent chez les eucaryotes inférieurs (levure) et supérieurs (mammifères). Il fait intervenir plusieurs enzymes car l’excision d’un ou plusieurs nucléotides implique la création d’une brèche dans le simple brin qui doit être réparé, comme les sites abasiques, par polymérisation puis ligation.
Les protéines impliquées chez les eucaryotes (levure et humain) sont remarquablement homologues et ont probablement le même ancêtre commun. Cependant elles n’ont pas de ressemblances de séquence avec les protéines de coli qui remplissent les mêmes fonctions. Il est probable que la structure complexe de la chromatine chez les eucaryotes implique des contraintes différentes que celles qu’on rencontre chez les procaryotes.


Les étapes du processus.

On distingue cinq étapes :

Repérage de la lésion,

Coupure du brin d’ADN lésé de part et d’autre de la lésion à quelque distance de celle-ci,

Excision du fragment erroné,

Synthèse d’ADN correct en utilisant le brin complémentaire comme matrice,

Ligation


Les protéines impliquées chez E.coli : le système uvrABC

Trois gènes ont d’abord été identifiés : uvrA, uvrB et uvrC puis plus tard deux autres uvrD et polA. Des mutants défectifs dans un des 3 premiers gènes sont, non seulement sensibles aux UV, mais aussi a de nombreux autres agents chimiques comme la mitomycine, la nitrosoguanidine, le psoralène activé etc. Le phénotype des mutants est apprécié en mesurant, en fonction de la dose d’UV, le nombre de cellules capables de survivre c’est-à-dire de former des colonies sur boite.
Les protéines UvrA, B et C sont produites constitutivement à un niveau très faible (25 molécules vraies d’UvrA par cellule de coli) mais inductibles en cas de lésion (250 molécules d’UvrA par cellule dans ce cas).


Méthode d’isolement des mutants


Expérience :
Si on irradie le phage T1 aux UV cela crée des lésions dans son ADN qui font chuter sa capacité d’infection d’une souche de coli. Cependant si la souche de coli est uvr+, le système de réparation de la cellule peut prendre en charge la réparation de l’ADN du phage et permettre d’obtenir quand même des plages de lyse. On parle de réactivation du phage, et ceci a lieu à l’obscurité. Une souche uvr- en est incapable et donnera beaucoup moins de plages comparativement.

Souche

Nombre de plages de lyse

uvr+

158

uvrA

23

uvrB

29

uvrC

37


Propriétés des enzymes

uvrA : gène situé sur le chromosome à 92mn, un seul cadre de lecture, présence d’un motif “ SOS ” reconnu par le répresseur lexA. Code un polypeptide, UvrA, de 109kD qui possède une fonction d’ATPase, dimérise en présence d’ATP et est affin de l’ADN (présence de deux domaines à “ doigt à zinc ”) . ll a une forte affinité pour les sites endommagés.

uvrB : situé à 17mn, monocistronique, possède un promoteur SOS dépendant mais aussi un autre promoteur, SOS indépendant. Polypeptide de 76kD, affin de l’ADN. Le gène est constitutivement exprimé à 250 molécules par cellule et à 1000 après induction. La protéine UvrB forme avec le dimère UvrA un complexe en présence d’ATP qui se stabilise sur la lésion.

La fixation du complexe UvrAB déroule la double hélice et provoque une courbure de l’ADN visible au microscope électronique. Ensuite les deux molécules d’UvrA sont dissociées du complexe et remplacées par UvrC.

uvrC : gène situé à 42mn. Gène exprimé à 10-20 molécules de protéine par cellule constitutivement, non inductible par la réponse SOS. Protéine de 68kD, ayant une forte affinité pour le complexe UvrB/ADN.

Le complexe UvrBC coupe le simple brin de part et d’autre de la lésion à environ une douzaine de nucléotides de distance.
L’ATP est nécessaire à plusieurs étapes mais n’est pas hydrolysé : peut-être induit-il des changements conformationnels nécessaires au processus.

uvrD : situé à 84mn. Polypeptide de 75kD avec activité ATPase ADN dépendante et hélicase (hélicaseII). Gène inductible par la réponse SOS (6 fois).



Interaction UvrA-UvrB et reconnaissance des sites endommagés.


Le système de reconnaissance des lésions doit être spécifique. Or le système reconnaît et excise une variété de défauts différents : quel est leur point commun ?

Quelques substrats du complexe UvrABC

Agent de lésion

Nature du défaut

acétylaminofluorène

Addition sur C8 et N2 de la guanine

DNA glycosylase

Perte de base (site abasique)

époxyde de benzopyrène

Addition sur N2 guanine et intercalation

cis platine

Addition sur N7 guanine et pontages entre brins

nitroso urée et nitroso guanidine

Méthylation des bases sur divers O et N

mitomycine

Addition sur N7 guanine et pontages entre brins

Psoralène (activé)

Intercalation et pontages entre thymines (C5-C6)

UV

Dimère de pyrimidine



Il semble que la plupart de ces défauts introduisent une gêne stérique qui provoque une distorsion dans la double hélice : c’est ce défaut que reconnaîtrait la protéine UvrA. Par exemple un dimère de pyrimidine déroule l’hélice de 19° et crée une courbure de 27° au niveau d’un sillon majeur. Les pontages entre brins sont particulièrement perturbants : par ex le psoralène déroule de 87° et courbe de 46°.


Etapes de la réparation (voir figures)


Après reconnaissance de la lésion et excision de l’oligonucléotide il y a polymérisation par PolI à partir de l’extrémité 3’ en prenant l’autre brin comme matrice, puis la ligase scelle le dernier lien phosphodiester.


Couplage réparation-transcription
Diverses études ont montré que la réparation était activée préférentiellement au niveau des gènes transcrits : il y a un biais certain puisqu’on montre que le brin transcrit est réparé préférentiellement à l’autre, ce qui se comprend bien physiologiquement. En fait l’ARN polymérase s’arrête devant une lésion sur le brin qu’elle est en train de copier en attendant que la lésion soit réparée. Le couplage nécessite la présence d’une protéine appelée transcription repair coupling factor (TRCF) codée par le gène mfd.



Le groupe RAD3 chez S. cerevisiae.


Chez la levure plus de 30 locus ont été identifiés qui confèrent une sensibilité aux UV ou radiations lorsqu’ils sont mutés, raison pour laquelle on les a nommés gènes RAD. Ils ont été classés en trois groupes, par épistasie, de la manière suivante:
On observe le phénotype de chaque mutant quantitativement par le nombre de survivants après irradiation dans des conditions fixées. Puis on mesure de la même manière le phénotype de chaque double mutant. Si la présence de deux mutations dans deux locus différents confère un phénotype identique à l’une ou l’autre des deux simples mutations on dit que les deux gènes font partie du même groupe d’épistasie, donc du même processus de réparation. Si le phénotype du double mutant est l’addition de ceux des deux simples mutations, les deux loci sont dans des groupes d’épistasie différents. (Voir cours sur épistasie, au second semestre, pour les détails).
Le groupe “ RAD3 ” est impliqué dans le mécanisme d’excision de nucléotides endommagés.


Les gènes chez la levure et chez l’humain.

Gène de S. cerevisiae

Fonction

Gène humain

Groupe de complémentation humain

RAD1

Endonucléase (RAD1/RAD10)

XPF

XPF

RAD2

Endonucléase

XPG

XP-G (CS-XPG)

RAD3

ATPase ADN dépendante, hélicase, Complexe ARNpolII

XPD

XP-D (CS-XPD, TTD-XPD)

RAD4

 

XPC

XP-C

RAD7

Accessibilité de la chromatine

 

 

RAD10

Endonucléase (RAD1/RAD10)

 

 

RAD14

Affine ADN lésé

XPA

XP-A

SSL1

Complexe ARNpolII

p44

 

SSL2/RAD25

Hélicase, complexe ARNpolII

XPB

XP-B (CS-XPB, TTD-XPB)

TFB1

complexe ARNpolII

p62

 

TFB2

complexe ARNpolII

 

 

TFB3

complexe ARNpolII

 

 

RAD16

Accessibilité de la chromatine

 

 

RAD23

Accessibilité de la chromatine

 

 

RAD26

 

CSB

CS-B

CDC8

thymidilate kinase

 

 

CDC9

ligase

 

 

 

 

 

XP-E

 

 

 

XP-V

 

 

 

CS-A

 

 

 

TTD-A


En gras: les gènes indispensables à la réparation.
XP : Xeroderma pigmentosum ; CS : Syndrome de Cockayne ; TTD : Trichothiodystrophie

Fonction des protéines :

Rad3 : hélicase, se promène sur l’ADN double brin et le déroule. Elle fait partie avec Ssl1 de la machinerie de transcription normale de l’ARNpolII.

Rad14 : très affine de l’ADN lésé. Pourrait avec Rad3 repérer les lésions qui déforment l’ADN. Rôle équivalent à UvrA .

Rad1-Rad10 : forment un complexe stable ayant une activité endonucléase sur un brin. Joueraient le rôle d’UvrC ; cependant aucune homologie de séquence n’est repérable.

Rad2 : activité endonucléasique sur un simple brin.

Là aussi deux coupures se feraient de part et d’autre de la lésion. Cependant chez les eucaryotes les deux coupures sont plus distantes que chez les procaryotes.

En résumé on remarque une forte ressemblance dans le mécanisme d’excision de nucléotide entre coli et la levure bien que les séquences des protéines impliquées ne se ressemblent pas du tout.

Les maladies héréditaires causées par un défaut dans le processus d’excision de nucleotides chez l’humain.

Xeroderma pigmentosum

Phénotype : Peau sèche et très sensible aux UV ainsi que les yeux et la langue. Prédisposition au cancer de la peau. Défauts neurologiques fréquents. Les symptômes apparaissent tôt (2 à 12 ans). L’âge moyen d’apparition de tumeurs de la peau est de 8 ans.

Phénotype des cultures de cellules de peau de malades XP: Taux de survie plus faible que la normale après exposition aux UV et à d’autres agents altérants l’ADN. Augmentation supérieure à la normale des aberrations chromosomiques suite à l’exposition aux UV. Forte augmentation des mutations après exposition aux UV.

La capacité des cellules à réparer est mesurée en transfectant dans les cellules un plasmide endommagé dans la région ori ou amp. Puis on récupére le plasmide et on s'en sert pour transformer coli: s’il a été réparé il est capable de se répliquer et de conférer la résistance à l'ampicilline à la cellule qui le porte, on mesurera donc le nombre de transformants ampicilline résistants qu’il est capable de former.

             Fréquence de la maladie:

1/250 000 en Europe

1/40 000 au Japon

Fréquence de l’hétérozygotie en Europe : 1/300.

             Transmission : autosomale et récessive.

             Groupes de complémentation:

On mesure chez les cellules provenant de différents malades la sensibilité aux UV par une courbe de réponse :

Nb de sites non réparés= f(temps après l’irradiation)

Cette courbe est caractéristique d’un individu. En fusionnant des cellules de peau (hybrides somatiques) venant de deux individus A et B qui ont une courbe de réponse différente on peut obtenir un retour au phénotype sauvage : on dit alors qu’on a une complémentation fonctionnelle, signe que le gène muté chez A est différent de celui qui est muté chez B. On définit ainsi 7 groupes de complémentation, de A à G.

Répartition des patients atteints de XP dans les 7 groupes
de complémentation suivant l’origine géographique (étude de 1987).

Pays

A

B

C

D

E

F

G

USA

9

1

11

8

0

0

0

Europe

12

0

28

17

2

0

2

Japon

30

0

5

4

3

11

1

Egypte

7

0

12

0

0

0

0

Total

58

1

56

29

5

11

3


Les gènes correspondants à ces 7 groupes de complémentation ont été clonés. Ils correspondent bien à des loci et des fonctions différentes (cf tableau de comparaison avec la levure) .
L’analyse génétique est compliquée par le fait que pour un gène donné présentant plusieurs allèles mutés différents, le tableau phénotypique n’est pas toujours le même : en effet les allèles peuvent correspondre à des pertes de fonction totale ou seulement partielles (voir cours du second semestre), conduisant à des phénotypes différents.
Exemple : trois allèles de XPA ont été identifiés chez des malades japonais :

une mutation dans un intron qui détruit un site d’épissage et diminue la quantité de transcrit utile,

une mutation non sens au codon 228 qui supprime 45 acides aminés ,

mutation non sens au codon 116 qui supprime 157 ac.am. sur 273 totaux.

La sévérité du phénotype va croissant pour ces trois allèles.

Autres maladies génétiques

D’autres maladies sont causées par des défauts dans le système de réparation. C’est par exemple le cas de la trichothiodystrophie, maladie autosomale et récessive très rare qui se caractérise entre autres, en culture de cellules, par une diminution de la capacité à réparer les photoproduits et dans certains cas par une absence de complémentation avec XPD.

Le syndrome de Cockayne et l’anémie de Fanconi de même, se caractérisent par une hypersensibilité à certains agents chimiques. L’ataxie télangiectasie se caractérise en culture de cellules par une hypersensibilité aux radiations ionisantes et le syndrome de Bloom par une diminution de l’activité hélicase, de l'activité ligase et une augmentation des aberrations chromosomiques. Il faut remarquer que dans toutes ces maladies, le défaut dans la réparation de l'ADN ne constitue qu’un sous-ensemble des symptômes, ce qui rend compliqué l’identification du gène responsable: il s’agit de maladies très probablement multifactorielles.

Clonage de gènes humain impliqués dans la réparation.

La méthode consiste à tenter de complémenter des mutations connues dans des gènes de souris impliqués dans la réparation par excision, en introduisant dans les cellules des allèles homologues sauvages humains . Pour cela on transfecte des cellules de souris, mutées pour un gène donné, avec des fragments linéaires de 50kb environ d’ADN humain, réunis par ligation au gène gpt de coli qui confère la résistance à l’acide mycophénolique. Parmi les transfectants résistants, gpt+, qui ont donc intégré de l’ADN humain, on sélectionne les clones qui ont une survie augmentée après une irradiation aux UV. Huit gènes humains ont ainsi été clonés par effet de dominance: 7 tombent dans des groupes de complémentation connus (XP ou CS), le 8ème est un homologue de RAD10 de levure. On nomme ces gènes ERCC (pour excision repair cross-complementing). On retrouve chez l’humain le même type de fonctionnement des enzymes que chez la levure. Ainsi ERCC1 (RAD10) forme un complexe stable et spécifique avec ERCC4 (=XPF) qui REPgenecoli.htmlest homologue à RAD1.

Comme chez la levure également on trouve un couplage réparation/transcription en ce sens que certaines protéines de réparation font partie de la machinerie de transcription basale : ainsi ERCC3 = XPD est un des composants du facteur de transcription TFIIH (voir cours sur la transcription chez les eucaryotes).

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